实验篇小鼠心脏灌注取脑实验

实验篇——小鼠心脏灌注、取脑实验

在进行实验前，我们应充分了解实验原理、实验目的以及实验步骤，不容有一丝差错。若遇到突发状况，我们也能够冷静从容的解决问题。

下面来看一下我们的实验吧！

背景技术——

在实验动物组织病理学实验研究中，特别是进行原位杂交和免疫组化研究，为避免或减少死后组织形态及结构发生变化，常于动物处死前，采用灌注固定法。

灌注固定即通过血管途径将固定液导入所需固定的组织器官内，将活的细胞在原位及时迅速固定，再摘取样品。

实验原理——

心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定，避免了组织的自溶现象。多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变,从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。

此实验要在有通风橱的实验室进行。

通风橱——又称烟橱，是实验室、或是化学实验室的一种大型设备。用途是减少实验者和有害气体的接触。

实验步骤——

1.实验前准备——

实验器具：剪刀1把，眼科剪1把，镊子1把，0.5ml的注射器1个，大头针4个（可用针头替代），解剖板1个，止血钳2把，灌注机1整套（调节灌注机的压力开关调到表盘7），止血夹1个，断头台1个，离心管1支，废液缸1个，水合氯醛1瓶，生理盐水1瓶，甲醛1瓶。

当然，还有我们最重要的实验动物——C57小老鼠。

2.麻醉——

用0.5ml注射器吸取0.25ml水合氯醛注射到小鼠腹腔。进针时，感到落空感后就停止进针。此时注射器倒吸，若无血就快速推完水合氯醛，不要推进针头。防止针刺破腹主动脉，导致大出血，以致小鼠死亡。等待至小鼠无知觉，进行实验下一步。

3.固定——

将小鼠四肢固定在解剖台上，充分暴露小鼠胸腹部，方便手术操作。

4.开胸——

用剪刀剪开胸部皮肤，暴露出皮下组织，剪开时注意钝性分离，以免误伤。然后用镊子提起剑突，用剪刀剪开胸腔，用镊子撕开心包膜，暴露心脏。注意，不要随便揭开心脏的其他部位，否则有时候可能会灌注不成功，尤其肺水肿。

5.心脏穿刺——

用剪刀剪开右心耳，然后提起心尖，将准备好的生理盐水注射器插入左心室，朝向主动脉方向，用止血夹固定灌流针。注意针头不能插入过深，以防插穿。

操作的要点是：

第一，操作要迅速，剪开膈肌后，迅速沿腋前线剪开胸壁，并把胸前壁往上翻，暴露心脏；

第二，一定要在明视野下操作，要剪开心包壁层的前壁，暴露升主动脉和肺动脉干的根部，确保穿剌针能进入升主动脉；（这里进入左心室即可）

第三，穿刺方向要正确，从心尖部开始，从左下方斜向右上方。若遇阻力要改变方向再试，不要用力蛮插。

6.灌流——

先检查灌注泵的运作情况，一定排出管子的气泡和空气，防止空气阻塞。

打开灌注机开关进行灌流，灌流时小心针头滑脱。先灌注生理盐水排出血液，当右心耳流出的液体澄清时，立即换用甲醛灌注，进行固定。换用甲醛时，要加大灌注机压力值、加快灌注机流速。当小鼠出现尾巴悬空，四肢抽搐的状态时，表明甲醛已进入小鼠全身。减小灌注机压力值、减慢流速，灌注10分钟，若小鼠全身僵硬则表明灌注成功，反之继续灌注直至小鼠全身僵硬后拔出针头。

7.取脑——

待小鼠身体僵硬，内脏变为白色，取下小鼠放在断头台上。将小鼠耳朵露出，斩断头颅。用剪刀沿小鼠头颅后正中线剪开头部皮毛，暴露白色头盖骨，再用眼科剪从两眼间的十字交叉处插入，将头盖骨掰开，将延髓上包被的软骨剪开，取出完整的脑组织。这个过程最需要注意的是要保持大脑的完整性。

8.后固定——

取一支离心管装适量甲醛溶液，做好标记，将取出的脑组织放入其中浸没，维持脑组织形态。此时观察到脑组织呈白色，结构完整为最佳，放入4℃冰箱保存。

9.收尾工作——

清洗整理实验器具，将小鼠尸体放入动物尸体室。

一旦实验开始，我们就开始与死神斗争，我们一定要熟悉实验过程，冷静处理突发状况。

亲爱的同学们，你学会了吗？